Oksidasjons-gjæringstest på bakterier for å finne ut deres evne til å utnytte glukose (med figur)

Oksidasjons-fermenteringstest på bakterier for å finne ut deres evne til å benytte glukose aerobt (oksidativt) eller anaerobt (fermentativt)!

Prinsipp:

Noen bakterier har evnen til å bruke glukose. Noen av dem bruker det bare i nærvær av oksygen (oks dativt eller aerobt), mens de andre, i tillegg til å bruke aerob, kan også bruke det i fravær av oksygen (fermentativt eller anaerobt).

Dermed kan bakterier som er i stand til å gjære glukose, kunne oksidere det, men en bakterie som er i stand til å oksidere glukose, kan ikke gjære den. Hvis glukose blir brukt på begge måter, produseres syre, noe som reduserer pH og endrer fargen på bromokresol-lilla fra lilla til gul.

I oksidasjonsfermentasjonstesten (O / F-test) dyrkes testbakteriene aerobt og anaerobt separat, i halvfaste agarrør som inneholder glukose og bromokresol-lilla. Hvis bakteriene har evne til å bruke glukose, endres fargene på mediet fra lilla til gult. Hvis den bruker glukose aerobt, er den oksidativ og hvis den bruker glukose anaerobt, er den fermentativ.

Materialer som kreves:

Testrør, konisk kolbe, bomullsplugger, inokuleringssløyfe, autoklaver, bunsenbrenner, laminarflytkammer, disponere krukke, inkubator, Hugh-Leif-son glukosbuljong, flytende paraffin, isolerte kolonier eller rene bakteriekulturer.

Fremgangsmåte:

1. Ingrediensene i Hugh-Leifson-glukosebuljongmediet (HLGB) (som inneholder glukose og bromokresolpulver som hovedkomponentene) eller dets ferdige pulver som kreves for 100 ml kjøttkraft, veies og oppløses i 100 ml destillert vann i en 250 ml konisk kolbe ved risting og virvling (figur 7.9).

2. pH-verdien bestemmes ved bruk av pH-papir eller pH-meter og justeres til 7, 4 ved bruk av 0, 1N HCI hvis det er mer eller ved bruk av 0, 1N NaOH hvis det er mindre.

3. Etter justering av pH, blir agar tilsatt. Mindre agar brukes her for å få et halvfast medium for å lette staben.

4. Kolben oppvarmes for å oppløse agaret i mediet helt.

5. Før det størkner, fordeles mediet i varm smeltet tilstand i to sett med reagensrør (ca. 5 ml hver); hvert sett har fem testrør.

6. Testrørene er bomullspluggede, dekket med håndflate og festet med tråd eller gummibånd.

7. Brothørrørene steriliseres ved 121 ° C (15 psi trykk) i 15 minutter i en autoklav.

8. Brothørene får avkjøles til romtemperatur.

9. Flytende paraffin steriliseres ved oppvarming ved 180 ° C i 3 timer i en varmluftsovn.

10. Testbakteriene inokuleres aseptisk, fortrinnsvis i et laminært strømningskammer, inn i alle de steriliserte halvfaste buljongrørene ved å stikke ved hjelp av en flamme-sterilisert inokuleringssløyfe. Sløyfen steriliseres etter hver inokulasjon.

11. Den steriliserte flytende paraffin helles forsiktig aseptisk i et sett med inokulerte rør (ca. 1 cm høyt på mediet) for å gi anaerob tilstand.

12. Alle de inokulerte buljongrørene inkuberes ved 37 ° C i 24 timer i en inkubator.